PRÁCTICA 10: TINCIÓN DE GRAM Y DE BURRY.
 TINCIÓN DE GRAM:

OBJETIVOS Y FUNDAMENTO:

Diferencia entre bacterias Gram (+) que tienen pared celular gruesa y escasa en lípidos y bacterias Gram (-) que presentan pared celular fina y rica en lípidos y membrana externa.

MATERIALES:

-Asa de siembra desechable.
- Mechero de alcohol.
- Portaobjetos.
- Pinzas de madera.
- Agua destilada.
- SSF.
- Gradillas.
- Cubeta de tinción.
- Colorantes de Gram (Cristal violeta, Lugol, alcohol acetona, safranina).

 PROCEDIMIENTO:

1.EXTENSIÓN ->  en primer lugar ponemos una gota de SSF en el porta, cogemos colonia de la placa Petri y frotamos en el porta.
2. DESECACIÓN -> con ayuda del mechero de alcohol secamos muy bien la preparación del portaobbjetos.
3. FIJACIÓN -> flameamos varias veces el portaobjetos.
4. TINCIÓN -> 1' de cristal violeta y lavamos con agua destilada, 1' lugol y lavamos con agua destilada, 10'' alcohol acetona (inclinación del porta) y lavamos con agua destilada, finalmente añadimos la safranina  1' y lavamos con agua destilada.

RESULTADO:


- Ecoli -> cocos Gram (+)
- Enterococus ->  bacilos Gram (-)

TINCIÓN DE BURRI:

OBJETIVO Y FUNDAMENTO:

Diferenciación de cápsulas que son acumulación de material mucoso que rodean la pared celular de algunas bacterias.
Las cápsulas tienen un índice de refracción muy bajo por lo que se observan muy mal al microscopio óptico  y además son muy difíciles de teñir, por ello para visualizarla se utilizan colorantes que tiñen el fondo resaltando las cápsulas.
 Se necesita cultivo de 24 h de una bacteria capsulada.

 APARATAJE:

-Microscopio.

MATERIALES:

-Asa de siembra desechable.
- Mechero de alcohol.
- Portaobjetos(x 3).
- Pinzas de madera.
- Agua destilada.
- SSF.
- Gradillas.
- Cubeta de tinción.
- Colorantes (fucsina y nigrosina al 1%).

PROCEDIMIENTO:

1.EXTENSIÓN ->  en primer lugar ponemos una gota de SSF en el porta, cogemos colonia de la placa Petri y frotamos en el porta.
2. DESECACIÓN -> con ayuda del mechero de alcohol secamos muy bien la preparación del portaobbjetos.
3. NO FIJACIÓN.
4. TINCIÓN -> 2'' fucsina(tinción células) y lavamos con agua destilada (secar al aire), a continuación colocamos una gota de nigrosina(1%) en un extremo del porta y extendemos por el método de la cuña(con dos portas).

RESULTADO:

- Criptococus.

PRÁCTICA 9: TINCIÓN DE BURRI, DE TINTA CHINA O TINCIÓN NEGATIVA.

OBJETIVO Y FUNDAMENTO:

Diferenciación de cápsulas que son acumulación de material mucoso que rodean la pared celular de algunas bacterias.
Las cápsulas tienen un índice de refracción muy bajo por lo que se observan muy mal al microscopio óptico  y además son muy difíciles de teñir, por ello para visualizarla se utilizan colorantes que tiñen el fondo resaltando las cápsulas.
 Se necesita cultivo de 24 h de una bacteria capsulada.

 APARATAJE:

-Microscopio.

MATERIALES:

-Asa de siembra desechable.
- Mechero de alcohol.
- Portaobjetos(x 3).
- Pinzas de madera.
- Agua destilada.
- SSF.
- Gradillas.
- Cubeta de tinción.
- Colorantes (fucsina y nigrosina al 1%).

PROCEDIMIENTO:

1.EXTENSIÓN ->  en primer lugar ponemos una gota de SSF en el porta, cogemos colonia de la placa Petri y frotamos en el porta.
2. DESECACIÓN -> con ayuda del mechero de alcohol secamos muy bien la preparación del portaobbjetos.
3. NO FIJACIÓN.
4. TINCIÓN -> 2'' fucsina(tinción células) y lavamos con agua destilada (secar al aire), a continuación colocamos una gota de nigrosina(1%) en un extremo del porta y extendemos por el método de la cuña(con dos portas).

RESULTADO:

- Microorganismos -> rojo.
- Cápsulas -> halo blanco.

FOTOGRAFÍAS:

PRÁCTICA 8: TINCIÓN DE ANTHONY.

OBJETIVO Y FUNDAMENTO:

Diferenciación de cápsulas que son acumulación de material mucoso que rodean la pared celular de algunas bacterias.
Las cápsulas tienen un índice de refracción muy bajo por lo que se observan muy mal al microscopio óptico  y además son muy difíciles de teñir, por ello para visualizarla se utilizan colorantes que tiñen el fondo resaltando las cápsulas.
 Se necesita cultivo de 24 h de una bacteria capsulada.

 APARATAJE:

-Microscopio.

MATERIALES:

-Asa de siembra desechable.
- Mechero de alcohol.
- Portaobjetos.
- Pinzas de madera.
- Agua destilada.
- SSF.
- Gradillas.
- Cubeta de tinción.
- Colorantes (Cristal violeta y solución saturada de sulfato de cobre(20%)).

PROCEDIMIENTO:

1.EXTENSIÓN ->  en primer lugar ponemos una gota de SSF en el porta, cogemos colonia de la placa Petri y frotamos en el porta.
2. DESECACIÓN -> con ayuda del mechero de alcohol secamos muy bien la preparación del portaobbjetos.
3. NO FIJACIÓN.
4. TINCIÓN -> 1' cristal violeta(tinción células) y lavamos con solución saturada de sulfato de cobre(20%) (aumenta la refringencia).

RESULTADO:

-Cápsula -> halo transparente.
-Bacteria -> violeta.

FOTOGRAFÍAS:

PRÁCTICA 7: TINCIÓN DE WIRTZ.

OBJETIVO Y FUNDAMENTO:

Consiste en la tinción de esporas que son formas de resistencia que se forman en el interior del citoplasma de algunas bacterias.
La pared de las esporas es bastante impermeable por lo que cuesta trabajo teñirlas (se fuerza la coloración mediante calor), pero una vez teñidas, tras la decoloración perderá el color toda la bacteria excepto las esporas.
El tamaña, la forma (oval o redonda), la disposición (central, terminal o subterminal) y si son exosporas o endosporas tienen interés taxonómico.
Necesitamos cultivos de al menos 48 h, para que la bacteria haya tenido tiempo suficiente para formar esporas.

APARATAJE:

-Microscopio.

MATERIALES:

-Asa de siembra desechable.
- Mechero de alcohol.
- Portaobjetos.
- Pinzas de madera.
- Agua destilada.
- SSF.
- Gradillas.
- Cubeta de tinción.
- Papel de filtro.
- Antorcha (asa de siembra y algodón graso + alcohol).
- Colorantes: verde malaquita 5% y safranina.

PROCEDIMIENTO:


1.EXTENSIÓN ->  en primer lugar ponemos una gota de SSF en el porta, cogemos colonia de la placa Petri y frotamos en el porta.
2. DESECACIÓN -> con ayuda del mechero de alcohol secamos muy bien la preparación del portaobbjetos.
3. FIJACIÓN -> flameamos varias veces el portaobjetos.
4. TINCIÓN -> 1'en frío de verde malaquita y 5' a emisión de vapores( se consigue calentando la parte inferior del porta(con el papel de filttro cubriendo la preparación) con la antorcha fabricada ), y lavamos con agua del grifo una vez enfriado y finalmente 2' safranina y lavamos con agua destilada.


RESULTADOS:

 Esporas nuevas

 Esporas antíguas










- Esporas -> verdes.
- Células vegetativas -> rojas.


FOTOGRAFÍAS:

PRÁCTICA 6: TINCIÓN DE ZIEHL-NEELSEN  Y GRAM.


OBJETIVO Y FUNDAMENTO:

Diferencia entre bacilos ácido-alcohol resistentes(BAAR) bacterias que presentan una pared celular muy rica en ácidos grasos de cadena larga, denominados ácidos micólicos, que la hacen resistente a la decoloración con alcohol ácido, una vez que han sido  teñidas con colorantes básicos, y bacilos no ácido-alcohol resistentes.

APARATAJE:

-Microscopio.

MATERIALES:

-Asa de siembra desechable.
- Mechero de alcohol.
- Portaobjetos.
- Pinzas de madera.
- Agua destilada.
- SSF.
- Gradillas.
- Cubeta de tinción.
- Papel de filtro.
- Antorcha (asa de siembra y algodón graso + alcohol).
- Colorantes de Ziehl ( Fucsina fenicada, alcohol ácido y azul de metileno).

PROCEDIMIENTO: 

1.EXTENSIÓN ->  en primer lugar ponemos una gota de SSF en el porta, cogemos colonia de la placa Petri y frotamos en el porta.
2. DESECACIÓN -> con ayuda del mechero de alcohol secamos muy bien la preparación del portaobbjetos.
3. FIJACIÓN -> flameamos varias veces el portaobjetos.
4. TINCIÓN -> 1'en frío de fucsina fenicada (colorante básico) y 5' a emisión de vapores( se consigue calentando la parte inferior del porta(con el papel de filttro cubriendo la preparación) con la antorcha fabricada ), y lavamos con agua del grifo una vez enfriado, 30 '' con alcohol ácido (decolorante) y lavamos con agua destilada y finalmente 1' azul de metileno(colorante de contraste)  y lavamos con agua destilada.

RESULTADO:

-M. phlei -> BAAR (+) bacilo fino rojo .
- Proteus -> BAAR (-) bacilo corto azul.

OBSERVACIONES:

Los microorganismos no se han teñido correctamente por causa desconocida.

FOTOGRAFÍAS:

Aquí dejo la foto de un compañero del resultados que deberíamos haber obtenido:

PRÁCTICA 6.1: TINCIÓN DE GRAM.

Nota:
Práctica explicada en la práctica 5.

RESULTADOS:

- Bacillus sp -> Gram (+)
- Citrobacterium -> Gram (-)

- Bacillus sp -> Gram (+)
- Citrobacterium -> Gram (-)

OBSERVACIONES:

El citrobacterium Gram (-) no ha cogido bien el colorante.

PRÁCTICA 5: TINCIÓN DE GRAM.

OBJETIVOS Y FUNDAMENTO:

Diferencia entre bacterias Gram (+) que tienen pared celular gruesa y escasa en lípidos y bacterias Gram (-) que presentan pared celular fina y rica en lípidos y membrana externa.

MATERIALES:

-Asa de siembra desechable.
- Mechero de alcohol.
- Portaobjetos.
- Pinzas de madera.
- Agua destilada.
- SSF.
- Gradillas.
- Cubeta de tinción.
- Colorantes de Gram (Cristal violeta, Lugol, alcohol acetona, safranina).

PROCEDIMIENTO:

1.EXTENSIÓN ->  en primer lugar ponemos una gota de SSF en el porta, cogemos colonia de la placa Petri y frotamos en el porta.
2. DESECACIÓN -> con ayuda del mechero de alcohol secamos muy bien la preparación del portaobbjetos.
3. FIJACIÓN -> flameamos varias veces el portaobjetos.
4. TINCIÓN -> 1' de cristal violeta y lavamos con agua destilada, 1' lugol y lavamos con agua destilada, 10'' alcohol acetona (inclinación del porta) y lavamos con agua destilada, finalmente añadimos la safranina  1' y lavamos con agua destilada.

RESULTADO:

 Bacilos Gram (-)

FOTOGRAFÍAS:

PRÁCTICA 4: OBSERVACIÓN DE GÉRMENES MUERTOS.

OBJETIVOS:

- Realización de frotis bacterianos a partir de muestras sólida y líquidas.
- Realización de una tinción simple de las bacterias y levaduras presentes en distintas muestras naturales.
- Observación de la morfología bacteriana y las difirentes tipos de agrupaciones existentes.
- Practicar con el microscopio empleando el máximo aumento, aplicando correctamente el aceite de inmersión y regulando adecuadamente el condensador y el diafragma.

MATERIAL:

- Asa de siembra desechable.
- Mechero de alcohol.
- Portaobjetos.
- Hisopo (x 1).
- Pinzas de madera.
- Agua destilada.
- Gradillas.
- Cubeta de tinción.
- Muestras bacterianas de origen natural (yogur, levadura de cerveza, sarro dental).
- Azul de lactofenol (colorante).

PROCEDIMIENTO:

 1.EXTENSIÓN ->  en primer lugar ponemos una gota de SSF en el porta, cogemos la muestra (líquido del yogurt, levadura, sarro dental) y frotamos en el porta.
¡ATENCIÓN!
La SSF se utilizará únicamente en las muestras de consistencia sólida.
2. DESECACIÓN -> con ayuda del mechero de alcohol secamos muy bien la preparación del portaobbjetos.
3. FIJACIÓN -> flameamos varias veces el portaobjetos.
4. TINCIÓN -> colocamos el portaobjetos en las paralelas y añadimos azul de lactofenol 1' de forma que cubra toda la preparación , lavamos con agua destilada y dejamos que se seque completamente antes de observarla al microscopio.

RESULTADOS:

Lactobacillus y streptococos.

 Levadura.










Célula epitelial con bacterias.

FOTOGRAFÍAS: